COURS DE PARASITOLOGIE DUT ABB Notions gnrales Auteur

COURS DE PARASITOLOGIE DUT ABB Notions générales Auteur : Bruno Flamand, IUT de Dijon

NOTIONS GENERALES DE PARASITOLOGIE Parasitisme: mode d’association permanente ou temporaire de 2 êtres vivants , l’hôte et le parasite, dont un seul, le parasite, tire bénéfice. L’association est plus ou moins néfaste à l’hôte. Cycle évolutif: suite inéluctable de transformations, se déroulant dans un ordre précis, que doit subir un parasite pour passer d’une génération à la suivante, avec ou sans passage par le milieu extérieur. Cycle direct-parasite monoxène: évolution parasitaire chez un seul hôte Cycle indirect-parasite hétéroxène: évolution parasitaire chez plusieurs hôtes successifs Ectoparasites: peau, cavités accessibles Endoparasites: cavités profondes, tissus Hôte définitif: héberge forme adulte et multiplication sexuée Hôte intermédiaire: héberge forme larvaire et multiplication asexuée

Quelques maladies parasitaires humaines et leurs agents: Helminthiases (vers) Oxyurose: Oxyure Ascaridiase: Ascaris Téniase: Taenia Distomatoses: Douves Bilharzioses: Schistosomes Onchocercose et Filarioses lymphatiques: Filaires Protozooses (unicellulaires) Paludisme: Plasmodiums Amibiase: Amibe Entamoeba histolytica Toxoplasmose: Toxoplasma gondii Leishmanioses: Leishmania Maladie du sommeil: Trypanosome

Parasitoses intestinales et/ou hépatiques, …: Oxyurose, Ascaridiase, Trichocéphalose, Taeniase, Bothriocéphalose, Echinococcose, Distomatose, Bilharziose, Amibiase, Giardiase, Cyclosporose, Cryptosporidiose, Isosporose, … Parasitoses uro-génitales: Trichomonase, … Parasitoses pulmonaires: Pneumocystose, … Parasitoses sanguines, ou lymphatiques, ou du système phagocytaire: Paludisme, Trypanosomiases, Leishmanioses, Toxoplasmose, Filarioses

EXTRAIT DE LA CLASSIFICATION DES PARASITES HUMAINS PROTOZOAIRES Embranchement Apicomplexa Emb. Sarcomastigophora Classe Sporozoasida Classe Lobosasida Plasmodiums Entamoeba histolytica* Toxoplasma gondii* Amibes non pathogènes* Sarcocystis hominis* Classe Zoomastogophorasida Tsospora belli* Trypanosoma brucei Cryptosporidium parvum * Trypanosoma cruzi Cyclospora cyanetensis Leishmania* Emb. Microspora Giardia intestinalis* Encephalitozoon * Chilomastix mesnili* Emb. Ciliophora Trichomonas vaginalis* Balantidium coli* *parasitoses autochtones: trouvées en France, en région tempérée…

METAZOAIRES Embranchement Némathelminthes Classe Nématodes Espèces Ovipares Espèces Vivipares Trichuris trichura* Trichinella spiralis* Entérobius vermicularis* Wuchereria bancrofti Ascaris lumbricoides* Brugia malayi Ankylostoma duodenale* Loa Necator americanus* Onchocerca volvulus Strongyloides stercoralis* Dracunculus médinensis Toxocara canis/cati*

METAZOAIRES Embranchement Plathelminthes Classe Trématodes (non segmenté) Classe Cestodes (segmenté) Fasciola hépatica* Taenia saginata* Dicrocoelium dendriticum Taenia solium Clonorchis sinensis Diphyllobothrium latum* Schistosoma Hymenolepsis nana* Echinococcus granulosus* Echinococcus multilocularis*

METAZOAIRES Embranchement Arthropodes Classe Insectes Ordre des Anoploures Ordre des Siphonaptères Pediculus corporis Pulex irritans Pediculus capitis Xenopsylla cheopsis Ordre des Hémiptères Ordre des Diptères Cimex lectularius Anophèles Triatoma megista Phlebotomus Rhodnius prolixus Glossina palpalis

COPROLOGIE PARASITAIRE • Interrogatoire du patient indispensable: origine géographique, voyage, immuno-dépression, signes cliniques, … • Prélèvement des selles: -2 à 3 fois sur quelques jours (rareté parasitaire, émission discontinue d’éléments parasitaires) -éviter alimentation riches en résidus (légumes verts, secs, fruits) -transport rapide au labo -si examen différé, fixation du prélèvement (eau formolée, milieu de conservation MIF) • Examen parasitologique: -macroscopique des selles -microscopique direct -microscopique après techniques de concentration classique -microscopique après techniques spéciales selon renseignements

COPROLOGIE PARASITAIRE • Examen macro: -aspect selles (dures, moulées, molles, pâteuses, liquides) -couleur, présence de sang ou glaires -présence d’éléments nutritionnels -présence de parasites macroscopiques (vers ou fragments de vers: anneaux Ténia, ascaris, oxyures…) • Examen micro (x 10 et x 40) : -œufs ou larves de vers helminthes -kystes ou forme végétative de protozoaires -en Na. Cl 9 g/L ou en Lugol -coloration MIF (Merthiolate-Iode-Formol): fixation et conservation

TECHNIQUES DE CONCENTRATION ou D’ENRICHISSEMENT But: obtenir à partir d’une grande quantité de selles, les éléments parasitaires (oeufs, larves, kystes) trop rares à l’examen direct dans un faible volume. #Techniques physiques de sédimentation ou de flottation: -Méthode de Faust, Ingalls (œufs Schistosoma, Ascaris, larves anguillule) Diluer 5 g de selles dans 300 ml d’eau glycérolée à 0, 5%, Réaliser 3 sédimentations successives – 1 H, 45 min. , 30 min. -en verre à pied, en jetant le surnageant , et Examiner le culot de sédimentation. -Méthode de Willis (œufs Ankylostoma, Hymenolepsis) Diluer les selles au 1/10 dans Na. Cl saturé (25%), filtrer sur chinois, verser la solution dans un tube à essai pour former un ménisque bombé, placer une lamelle dessus pendant 5 min. , retirer la lamelle et déposer sur lame, observer rapidement avant cristallisation.

#Techniques physico-chimiques ou diphasiques (bonne techniques de concentration de tous les oeufs et kystes) -MIF Concentration Diluer les selles au 1/10 dans solution MIF, tamiser sur chinois, ajouter 10 ml de filtrat et 4 ml d’éther dans un tube à centrifuger, agiter énergiquement, laisser reposer 2 min. , centrifuger 1 min. à 1700 rpm Après centrifugation 4 couches superposées, éther lipidique, résidus lipophiles, solution de dilution, et culot à examiner. Retourner rapidement le tube, ajouter une goutte de Na. Cl 9 g/L au culot, et examiner entre lame et lamelle. -Technique de Ritchie Diluer 3 g de selles dans 10 vol. de Na. Cl 9 g/L, tamiser sur chinois, laisser sédimenter qq sec. , centrifuger, éliminer le surnageant, et resuspendre le culot dans Na. Cl 9 g/L. Recommencer cette opération jusqu’à obtention d’un surnageant clair, reprendre alors le culot dans formol à 10% en Na. Cl, laisser reposer, agiter énergiquement, ajouter 3 ml d’éther, centrifuger 2 min à 1500 rpm, éliminer le surnageant, examiner le culot entre lame et lamelle

TECHNIQUES SPECIALES et COLORATIONS SPECIALES -Méthode de Baermann et Lee modifiée: recherche larves d’anguillules grâce à la propriété d’hydro-thermo-tropisme positif des larves -Scotch-Test de Graham: mise en évidence œufs d’oxyures -Numération des œufs: permet parfois d’apprécier le degré d’infestation par les vers adultes -Culture de protozoaires: amibes et flagellés -Coloration de Ziehl-Neelsen-Henriksen-Pohlenz: mise en évidence des oocystes de Cryptosporidium -Coloration de Weber modifiée: recherche des microsporidies

AUTRES EXAMENS PARASITOLOGIQUES • Urines œufs de Schistosoma haematobium (et parfois S. mansoni) forme végétative Trichomonas vaginalis (coloration MGG) • LBA Pneumocystis carinii (coloration Gomori-Grocott) Toxoplasma gondii (coloration Giemsa modifié) Cryptosporidium (coloration Ziehl-Neelsen modifiée, IF acridine orange) • Prélèvement génito-urinaire • Moelle osseuse, ganglions, suc dermique Trichomonas vaginalis (MGG) Leishmania (MGG)

EXAMEN PARASITOLOGIQUE DU SANG Principaux parasites recherchés: Plasmodiums, Microfilaires sanguicoles, Trypanosomes. • Examen direct: mobilité des Trypanosomes et Microfilaires • Frottis sanguin avec coloration MGG ou Giemsa • Goutte épaisse colorée au Giemsa ANALYSES IMMUNOLOGIQUES PARASITAIRES • Toutes les techniques: IFI, ELISA, Agglutination, Immunodiffusion, soit pour la recherche d’Ag parasitaires, soit pour la sérologie Moins pratiqués mais existants, et indispensables (et parfois seule méthode de diagnostic) pour certaines parasitoses (Ex: sérologie toxoplasmose) ANALYSES de BIOLOGIE MOLECULAIRE