BACTERIOLOGIE DE LA SPHERE DIGESTIVE hors coprocultures GEBEILE

BACTERIOLOGIE DE LA SPHERE DIGESTIVE (hors coprocultures) GEBEILE Rémi OTTO Marie-Pierre Tuteur: Olivier Dauwalder DES Bactériologie Mars 2009

PLAN Prélèvements digestifs d’origine basse Circonstances cliniques Répartition des germes Analyse bactériologique Comparaison des procédures dans les différents laboratoires Helicobacter pylori

Circonstances cliniques Péritonites Infections biliaires Infections du liquide d’ascite Abcès digestifs

Péritonites (1) Définition: inflammation ou infection aigüe du péritoine Péritonite primitive = voie systémique (sans lésion intra abdominale responsable) Péritonite secondaire ++ = inoculation septique à partir d’un organe intra péritonéal : Perforation d’une appendicite, ulcère gastroduodénal, diverticulite sigmoïdienne Plus rarement: complication d’une cholécystite, infection gynecologique, tumeur, Crohn, … Iatrogène: dialyse péritonéale, post-opératoire, postcoloscopie.

Péritonites (2) Clinique douleurs abdominales intenses et brutales avec arrêt des matières et des gaz, vomissements défense ou contracture à la palpation « ventre de bois » TR hyperalgique au cul-de-sac de Douglas Examens complémentaires ASP: croissant gazeux sous-diaphragmatique, NHA échographie, scanner si doute Attitude thérapeutique Chirurgie en urgence AB probabiliste adaptée en fonction des prélèvements peropératoires

Infections biliaires Physiopathologie Obstruction initiale stase du liquide biliaire infection vésicule = cholécystite infection VBP = angiocholite Clinique Terrain: femme 60 ans, pléthorique Cholécystite: douleur hypochondre Dt, fièvre, signe de Murphy Angiocholite: triade « douleur, fièvre, ictère »

Infections biliaires Examens complémentaires Biologie Hyperleucocytose à Pnn, +/- cylolyse hépatique, +/ cholestase, + /- hémocs Echographie abdominale C: paroi vésicule épaissie > 3 mm, calcul(s) A: dilatation VBIH ou VBEH, calcul(s) Echo-endoscopie TTT: URGENCE AB probabiliste secondairement adaptée C: cholécystectomie dans les 48 h A: libération chirurgicale ou per endoscopique VB en urgence

Infection du liquide d’ascite Ascite = présence de liquide sérofibrineux dans la cavité péritonéale Infection du liquide d’ascite: Grave, mortalité 20/30%, Fréquent chez cirrhotiques ascitiques (10%). Clinique: fièvre, douleur abdominale, troubles du transit, signes de décompensation cirrhotique, dyspnée si volume important A l’examen: matité des flancs voire diffuse à la percussion, signe du flot à la palpation.

Infection du liquide d’ascite Examen complémentaire: Ponction d’ascite ++: examen diagnostique et thérapeutique liquide trouble (+/- citrin ou verdâtre) Pnn > 250/mm 3

Infection du liquide d’ascite TTT: AB probabiliste secondairement adaptée +/ prophylaxie secondaire ( ciprofloxacine, norfloxacine, cotrimoxazole) Remarque : AB prophylaxie primaire à discuter chez patients à haut risque (ascite avec protéines < 10 g/L, hémorragie digestive)

Abcès digestifs (1) Forme compliquée d’une pathologie digestive abcès appendiculaire, abcès péri-sigmoïdien, pyocholécyste ou abcès péri vésiculaire. Abcès profonds post-opératoires le plus souvent sous phrénique, parfois sous hépatique. Clinique: Fièvre, douleurs abdo, +/- arrêt matières et gaz Abcès des organes pleins intra-abdominaux: foie +++, rate, pancréas Clinique de l’abcès hépatique: fièvre, douleur hypochondre droit irradiant vers épaule droite, HMG, symptômes respiratoires trompeurs (localisation lobe droit)

Abcès digestifs (2) Examen complémentaires: Biologie: syndrome inflammatoire, bilan hépatique perturbé si abcès hépatique Imagerie: échographie++ ou scanner Hémocultures: positives 50 -60% Ponction percutanée de l’abcès sous contrôle écho ou scan TTT: AB probabiliste secondairement adaptée Drainage si possible par voie percutanée sous contrôle radiologique

Répartition des germes

Péritonites communautaires Sus-mésocolique Entérobactéries Streptocoques Lactobacilles Côlon Anaérobies ++ dont Peptostreptococcus, Clostridium, Bacteroïdes Intestin grêle Entérocoques E. coli Iléon terminal Entérobactéries Anaérobies (Bactéroïdes fragilis) Prélèvements le plus souvent polymicrobiens (2 à 4 espèces)

Péritonites communautaires Source: Conférence de consensus Prise en charge des péritonites communautaires, SFAR, 16 Juin 2000

Péritonites nosocomiales ou iatrogènes Péritonite et dialyse péritonéale: 68% bactéries à Gram positif: SCN++ 31% bactéries à Gram négatif: entérobactéries 1% levures Source: LAURAIN C. , DURAND P. Y. , ALBERT M. Péritonites infectieuses chez les patients traités par dialyse péritonéale : bilan microbiologique sur quatre ans Péritonites post-opératoires Pseudomonas aeruginosa Autres bactéries résistantes

Péritonites post-opératoires Source: D. MIGNONSIN, M. KANE, S. COFFI, Péritonites post-opératoires : diagnostic, traitement et pronostic - A propos de 68 cas

Infections biliaires Remarque: infections mono ou poly-microbiennes Source : Rungsun Rerknimitr, Evan L. Fogel, Cem Kalayci, Microbiology of bile in patients with cholangitis or cholestasis with and without plastic biliary endoprosthesis

Infections du liquide d’ascite BGN 70%: E. coli Klebsiella, Enterobacter, Serratia CGP 25% Staphylocoques S. pneumoniae et autres Streptocoques Enterococcus sp Anaérobies Listeria spp.

Abcès Répartition des germes semblable aux autres pathologies digestives Abcès du foie: BGN: E. coli et Klebsiella sp. Anaérobies: Bacteroïdes sp. CGP: S. milleri, S. aureus, Enterococcus sp Atteinte polymicrobienne fréquente Abcès à Candida si contexte néoplasique ou d’immunodépression

Analyse des prélèvements

Analyse bactériologique : prélèvements Suppuration des séreuses Suppurations de classe I Suppurations closes Suppuration de classe II drain

Suppurations closes Liées à une métastase septique Secondaire à un foyer infectieux éloigné ou régional Peut atteindre tous les organes Pas obligatoirement unique Suppuration isolée de la flore commensale Concerne Zone profonde, fermée, normalement stérile Au niveau digestif Abcès digestifs (Foie, etc. )

Suppuration des séreuses Suppurations de classe I : foyer infectieux sans relation directe avec l’extérieur Souvent liées à métastase septique secondaires à un foyer infectieux éloigné, parfois latent ou à un foyer régional Ou secondaires à des manœuvres chirurgicales ou médicales concernent zone profonde fermée, normalement stérile faible probabilité de contenir des bactéries non impliquées dans l’infection bactéries à recher = très variées Au niveau digestif Liquide d’ascite Bile

Suppuration des séreuses: Suppurations de classe II Foyer communique ou a communiqué avec organe contenant flore commensale bactéries en situation pathogène et commensales But : Imputer un lien causal entre une ou des bactérie(s) et la constitution de la suppuration Au niveau digestif Stomie

Liquide de drain Contexte But: surveillance d’un site, naturellement stérile, nécessitant un dispositif de drainage d’un épanchement ou d’un foyer opératoire. Pratique courante mais non validée cliniquement Intérêt discutable ++++

Liquide de drain Objectifs Doit provenir de système de drainage clos Différencier colonisation du dispositif d’une contamination liée au site d’insertion et au trajet du drain Moyens Confronter abondance et nature de la flore avec le site Si bactéries recher arguments en faveur d’une infection locale et documenter un état septique : réaliser systématiquement des hémocultures pour recher une bactériémie exclure la responsabilité d’un autre foyer infectieux

Prélèvements

Préparation ponction Désinfecter la peau désinfection de type chirurgical : détersion (Bétadine Scrubb ou Hibiscrub > 2 minutes) rinçage avec soluté physiologique, Puis antisepsie avec Bétadine ou Hibitane dermique. Laisser sécher Attention : si introduction d’antiseptique dans foyer infectieux risque de négativer le prélèvement

Prélèvements par ponction Ponction à aiguille de gros diamètre, montée sur seringue (type gaz du sang) Chasser l’air, obturer Ensemencement possible de flacons d’hémoculture aérobies et anaérobies sauf si liquide résulte de la perforation d’un organe creux à contenu septique Toujours garder aliquote du prélèvement pour examens microscopiques et microbiologiques supplémentaires Proscrire les écouvillons +++

Hémocultures Dans 2 cas : prélèvements par ponction ou liquide de drain : flacons d’hémoculture aérobies et anaérobies peuvent être ensemencés en cas d’hyperthermie Toujours garder une aliquote pour examens microscopiques et compléments d’examens Liquide de drain : Si bactéries, recher arguments pour état septique exclure la responsabilité d’autre foyer infectieux

Transport Informations cliniques essentielles : nature de l’échantillon modalités de prélèvement contexte global: âge matériel étranger état immunitaire du patient infection en cours corticothérapie traitement antibiotique ou non

Transport : délai max = 4 h à 20°C Si >, prélèvements à + 4 °C = procédure dégradée utilisation de milieux de transport spéciaux contenant des géloses nutritives préférable (bouillon de culture pour per op) flacons d’hémocultures à 35 °C Liquides de ponctions en seringue transférés dans des systèmes hermétiquement clos Attention car prélèvement unique!!

Examen bactériologique

Examen microscopique Liquide de ponction comporte idéalement : Coloration de Gram, si possible après cytocentrifugation Coloration adaptée pour appréciation semi-quantitative des Pnn Coloration adaptée à une éventuelle orientation clinique recherche de mycobactéries, par ex Liquide de drain : Coloration de Gram sur liquide ou culot de centrifugation

Culture Ponction : culture Si prise d’antibiotique : milieux de culture supplémentés en facteurs de croissance essentiels incubés à environ 35 °C, sous 5 -10 % CO 2, en aérobiose et anaérobiose : gélose au sang, gélose au sang cuit supplémentée ; gélose Schaedler pour anaérobies ; bouillon pour l’enrichissement : (Schaedler, cœur/cervelle, etc. ) possibilité d’ensemencer flacons d’hémoculture contenant un adsorbant d’antibiotiques. Selon clinique, possibilité d’ ensemencer d’autres milieux

Culture Liquide de drain gélose au sang et milieu sélectif BGN incuber pendant 48 h en aérobiose

Incubation Ponction 15 jours min (voire 21 jours) contrôle effectué quotidiennement les premiers jours Pour éviter contamination cultures effectuées en double Boîtes fermées par adhésif ou film étirable conservées en atmosphère humide sans manipulation jusqu’au terme de la culture

Tests de sensibilité aux antibiotiques Ponctions Réaliser ATB pour toutes souches isolées d’un même prélèvement Même si même espèce pas licite d’inférer une sensibilité d’un examen déjà pratiqué ATB provenant d’isolat d’une flore polybactérienne : non recommandée Mais souhaitable si sp. susceptibles d’être résistantes aux ATB (entérobactéries, staphylocoques, voire BGN aérobies stricts)

Tests de sensibilité aux antibiotiques Choix des antibiotiques suit les recommandations du CA-SFM. ATB sur anaérobies : peu d’impact pratique Car isolement d’une ou plusieurs bactéries anaérobies utilisation de molécules connues pour être actives sur celles-ci Liquide de drain : exceptionnellement justifié

Conservation des souches Ponctions impératif de conserver les souches bactériennes 3 mois

Résultat / interprétation

Suppurations des séreuses Isoler toutes espèces bactériennes Résultat négatif Au 4 e jour pour la recherche des bactéries banales > pour recherches spécifiques

Suppurations des séreuses Infections de classe I monomicrobisme attendu. Gram très souvent 1 seul germe Cultures bactériennes positivent rapidement et souvent monomicrobiennes ATB sans difficulté particulière Interprétation sans problème Infections de classe II mettre en parallèle le résultat des cultures aérobie et anaérobie Présence d’une culture mixte (> 2 espèces bactériennes), Si perforation d’organe creux dans liquide péritonéal discuter identification et ATB avec confrontation clinique

Suppurations closes Identification et antibiogramme doivent être effectifs sur toutes les espèces isolées > 2 espèces, confrontation bioclinique indispensable Réaction leucocytaire sans culture bactérienne infection à mycobactéries ou à d’autres bactéries de culture difficile

Comparaison des procédures dans les différents laboratoires

LIQUIDES DE PONCTION : PERITONEAL, ASCITE SUPPURATIONS PROFONDES BILE CBN CBS HIA Desgenettes Dans un tube, pot etc. mais PAS sur écouvillon Sur seringue sans air ou poudrier stérile PRELEVEMENT poudrier ou tube sec Sur poudrier ou tube sec. Portagerm si suspicion anaérobies. Si qté faible, ensemenser flacon hémoc + qq gouttes ds tube sec REMIC PRELEVEMENT: Seringue sans air Systèmes hermétiquement clos Proscrire écouvillons Hémocultures en parallèle

CBE CBN CBS HIA Desgenettes EXAMEN DIRECT Après centrifugation : Bleu de méthylène Gram Bleu de méthylène Si liquide purulent : Gram Si présence Pnn ou bactéries, signaler au service d’hospitalisation. Homogénéisation du milieu Gram Recher et noter cellules humaines ou microbiennes: leucocytes, hématies, bactéries (bacilles, cocci), levures REMIC EXAMEN DIRECT: Gram si possible après cytocentrifugation Coloration adaptée pour appréciation semi-quantitative Pnn Liquide péritonéal : Formule cellulaire après coloration RAL rapide Gram Ascite : Idem + aspect macroscopique Bile : Gram : type et densité de flore bactérienne, absence ou présence de Pnn

CBE CBN CBS HIA Desgenettes ENSEMENT-INCUBATION Sur culot de centrifugation : Gélose TS+sang (aérobiose, 24 -48 h) Gélose choc+PVX (CO 2, 24 -48 h) Bouillon Schaedler (7 j) 2 géloses Schaedler si Pnn ou culot important (anaérobiose, 1 boîte 48 h, 1 boîte 7 j) + gélose chromogène URI 4 pour liq péritonéal (aérobiose, 24 -48 h) Bouillon Schaedler (10 j) Gélose au sang + BCP Ascite : idem + flacons Bact’Alert Si aspect purulent, ajouter gélose Columbia en anaérobiose Incuber 18 -24 h Ensemencer en double : 1 des boîtes est parafilmée puis placée dans conteneur humide pour conservation pendant 21 j. Géloses au sang (CO 2, 35°C) Gélose chocolat supplémentée (CO 2, 35°C) Géloses Schaedler (anaérobie, 35°C) Bouillon Schaedler (35°C) URI 4 Si non fait dans le service : ensemenser 2 flacons d’hémoculture (aéro et anaérobie) : 2 à 3 m. L par flacon. Ensemencer 100 à 200µL (isolement par épuisement) sur : Gélose sang-ANC (CO 2 10%, 37°C, 24 -48 h) Gélose choc+PVX (CO 2 10%, 37°C, 2448 h) Si prélèvement sur seringue, + Gélose sang préréduite (anaérobiose, 37°C, 5 j) REMIC MILIEUX: Gélose au sang, gélose au sang cuit supplémentée, gélose au sang pour anaérobies, bouillon Schaedler. +/- double INCUBATION: 35°C, 5 -10%CO 2, 15 à 21 jours, contrôle journalier les 1 ers jours

CBE CBN CBS HIA Desgenettes Identification + AB des germes + tube de conservation des germes Si culture positive : Identification et AB Si absence de culture : rendre « stérile à 48 h » Sur flacons hémoc : Si culture positive, vérifier si germe déjà identifié sur boîtes : Si oui : STOP Si non : ident + AB Si absence de culture à 5 j : rendre « stérile à 5 jours » RESULTATS Semi-quantitatif Ascite : Identification + AB Liq péritonéal : Identification Pas d’AB (sauf demande particulière) Pour anaérobies : identification si culture pure, sinon rendre « flore anaérobie mixte » Collections digestives : Limiter les identifications et AB aux 2 ou 3 espèces prédominantes sinon rendre « flore fécale » Si pousse, identification + AB + tube de conservation Sinon, remettre à étuve jusqu’à 48 h REMIC Identification (et AB) sur toutes espèces isolées >2 espèces : controntation bio clinique Conserver les souches

LIQUIDES DE DRAIN DIGESTIF CBE CBN CBS HIA Desgenettes PRELEVEMENT Si liquides de Redon Système de reçu dans le dispositif drainage clos d’aspiration (bidon) : prélever un peu de liquide à la seringue après désinfection du site de prélèvement (Bétadine alcoolique) ; le transférer dans un tube stérile Pas effectué pour les liquides de drain digestif car non conseillé selon le REMIC Système de drainage clos EXAMEN DIRECT Gram Aucun REMIC PRELEVEMENT: système de drainage clos EXAMEN DIRECT: +/- Gram sur liquide lui-même ou sur culot de centrifugation

CBE CBN CBS HIA Desgenettes ENSEMENT-INCUBATION Gélose TS+sang Bouilon schaedler (aérobiose, 35°C, 24 -48 h) Gelose columbia Gélose choc+PVX (48 h) Gélose sang (CO 2 10%, 37°C, 24 h) (CO 2, 35°C, 24 -48 h) Bouillon Schaedler (7 j) RESULTATS Semi-quantitatif Identification de tous les germes en se limitant à 3 ident. , sinon « flore fécale » Pas d’AB A 18 -24 h : si pousse identification + AB + tube conservation Identification et AB de tous germes pathogènes REMIC CULTURE: Gélose sang et milieu sélectif pour BGN, 48 h, aérobiose RESULTATS: AB exceptionnellement justifié Confronter l’abondance et la nature de la flore avec le site. Recher arguments en faveur infection locale

Hélicobacter pylori

Helicobacter pylori BGN spiralée avec flagelles à chaque pôle, micro aérophile Infection durable de la muqueuse gastrique Production d’uréase en grande quantité tamponne acidité gastrique colonisation de la muqueuse gastrique Réservoir: estomac de l’homme Transmission interhumaine (oro-orale dans l’enfance, féco-orale possible dans PVD) Prévalence: 10 -20% chez adulte en France, 90% dans PVD Impliqué dans: gastrite chronique, ulcère gastrique ou duodénal, ADK gastrique, lymphome du MALT, PTI, anémie ferriprive

Hélicobacter pylori: pathogénie Direct : production de cytotoxines et stimulation de cytokines pro inflammatoires (IL 8) Indirect: sécrétion d’acide gastrique remplacement épithélium duodénal par épithélium gastrique colonisation H. pylori Mécanisme de l’ulcérogènese colonisation Inflammation (gastrite) érosions ulcère Si pas d’éradication: atrophie muqueuse gastrique possible ADK gastrique (1% sujets infectés)

Hélicobacter pylori: diagnostic Méthodes invasives (biopsies antrales et fundiques): Méthodes non invasives: Sérologie Test à l’uréase Recherche d’Ag Culture dans les selles Test respiratoire à l’urée marquée au 13 C PCR Anapath

Hélicobacter pylori: diagnostic Recherche indiquée si symptomatologie justifie une endoscopie gastro-duodénale Test rapide à uréase Se 90% Sp 95% Anatomopathologie sur 2 sites de prélèvements (antre et fundus): mee H. pylori + évaluation de inflammation Culture: permet antibiogramme et typage souche PCR: dans essais thérapeutiques

Hélicobacter pylori: tests non invasifs Sérologie Détection des Ig. G dans le sang Se et Sp > 90% Taux Ac reste élevé pendant toute la durée de l’infection et diminution progressives en 4 -6 mois minimum --> pas utilisable pour contrôler l’éradication Détection Ac anti-Cag. A Ag Cag. A = facteur de pathogénicité REMIC: pas d’intérêt pour PEC malades, pas recommandé

Hélicobacter pylori: tests non invasifs Détection des Ag dans les selles H. pylori éliminé dans les selles sous formes non cultivable Possibilité de détecter Ag par ELISA ou immunochromatographie Tests utilisant Ac monoclonaux conseillés (fiabilité, reproductibilité) Se et Sp > 90% Dg primaire ou contôle éradication (14 j après arrêt ttt) Selles < 72 h sinon congélation

Hélicobacter pylori: traitement Éradication de H. pylori dans ulcères par trithérapie: 1 antisécrétoire: IPP (UD simple: 7 j, UD compliqué ou FDR: 4 sem, UG: 6 sem) 2 AB: amoxicilline + clarythromycine 7 j (si échec amoxicilline + métronidazole 17 j) Contrôle de l’éradication: UG: FOGD systématique 4 sem après fin ttt UD: Test respiratoire à l’urée marquée au C 13 6 -8 sem après fin ttt Si positif: FOGD avec biopsies , culture et antibiogramme

Résistance aux ATB 20% de R en France Clarithromycine Intérêt de sa recherche Résistance aux ATB Metronidazole Pas recher en routine Test non reproductible Signification limitée

H. pylori: analyse bactériologique PRELEVEMENT Biopsies prélevées au cours FOGD dans l’antre (à 3 cm pylore) et au niveau 1/3 supérieur du fundus Prélèvements conservés dans récipient stérile avec 0, 5 m. L eau physiologique stérile adressés au labo bactériologie < 3 h. Si délai 3 h-24 h: utiliser milieu transport adapté Si délai > 24 h: congeler biopsie à -80°C EXAMEN DIRECT Empreintes de la biopsie sur lame porte objet Coloration Gram: H. pylori = BGN incurvée ou spiralée

H. pylori: analyse bactériologique CULTURE Broyer la biopsie avant ensemencement sur milieu solide Milieu: Base gélosée additionnée de 10% sang Addition possible de suppléments sélectifs (inhibition d’éventuels contaminants stt flore bucale) ex: mélange de Skirrow, mélange de Dent et Mc Nulty Incubation: atmosphère micro aérobie (5%O 2), humide, 37°C, 10 j (apparition des colonies en 3 j minimum)

HELICOBACTER PYLORI CBE CBN CBS HIA Desgenettes Pas de GBEA car absence de demande. Si demande, envoi à un autre laboratoire des HCL ou suivi des recommandations REMIC. 2 ou 3 biopsies gastriques en milieu de transport (Portagerm Pylori) Conservation à T°C ambiante Dans flacon stérile: 1 m. L de BCC + fragment de biopsie disperser 10 s avec l’Utra-Disperseur PRELEVEMENT 3 fragments Biopsies duodénales, biopsiques dans l’idéal. gastriques, antrales Si 1 seul fragment, le couper au moins en 2 (ED et culture) REMIC PRELEVEMENTS: Biopsies prélevées au cours endoscopie gastrique Adressées au labo < 3 h ds récipient stérile avec H 2 O phy stérile Si 3 h<délai<24 h milieu transport adapté Si délai > 24 h : congeler à – 80°C dans tube sec et acheminer dans carboglace ou azote liquide

CBE CBN CBS HIA Desgenettes EXAMEN DIRECT Apposition sur lame stérilisée d’un fragment biopsique Gram Bleu de méthylène Coloration au Bleu de méthylène à partir du prélèvement Cytocentrifuger (cytospin) 200 à 300µL de la suspension. Gram TEST A L’UREE Broyer le fragment Transférer le broyat dans 0, 5 m. L d’urée Incuber à 35°C en aérobiose, 24 h Observer le tube toutes les 30 min pdt les 1 eres heures REMIC EXAMEN DIRECT: Empreintes de biopsie sur lame Gram TEST UREE: Recherche rapide en salle endoscopie dès prélèvement effectué (responsabilité médecin endoscopique)

CBE CBN CBS HIA Desgenettes ENSEMENT-INCUBATION Broyer le fragment Gélose chocolat dans 2 à 4 gouttes de polyvitex (micro bouillon cœur cervelle aérophile, 37°C) Ensemencer : Gélose choc+PVX Gélose Columbia Incuber : en micro aérophile à 35°C, 7 j, en ouvrant la jarre tous les jours Ensemencer au râteau 200µL de la suspension : Gélose Pylori (micro aérophile, 37°C) REMIC CULTURE: Biopsie broyée ou dilacérée avant ensemencement Milieu = base gélosée + 10% sang cheval, mouton ou humain +/- suppléments sélectifs Incubation micro-aérobie, atmosphère humide, 35 -37°C, 10 j.

CBE CBN CBS HIA Desgenettes RESULTATS A 24 h : ED : présence ou absence de BGN ayant la morphologie de H. pylori Test à l’urée : positif (en x minutes ou heures) ou négatif A 7 j : si culture positive vérifier : oxydase +, catalase +, urée +, phosphatase alcaline + résultat semi quantitatif AB Si culture négative : rendre « culture négative à 7 j » Présence à J 1 et. J 2 de bacilles incurvés au bleu de méthylène à partir du prélèvement. Si présence de colonies oxydase +, catalase +, urée + AB PCR H. pylori Kit Hein en experimentation Recherche H. pylori et détection des resistances à clarythromicine et quinolones. PCR classique avec hybridation. Observer les boîtes à 5 j et à 10 j. Numérer les colonies suspectes : transparentes, rondes, lisses, 0, 2 mm Vérifier : gram (BGN) ; oxydase +, catalase +, urée + (<30 min) AB

Bilan schématique invasive « haute » : H. pylori Non invasive Sphere digestive « Basse » Péritonite, ascite, bille, abcès Ponction Liquide de drain Non conseillé Plusieurs milieux de culture Incubation longue

Bibliographie REMIC 2007 Pilly 2006 SFAR, prise en charge des péritonites communautaires, Conférence de Consensus, 16 Juin 2000 G. Podevin, M. Barussaud, M. -D. Leclair, Y. Heloury, Appendicite et péritonite appendiculaire de l’enfant, EMC-Pédiatrie 2 (2005) 211– 219 J-Y Mabrut, E. Buc, M. Zins, F. Pilleul, A. Bourreille, Y. Panis, Prise en charge thérapeutique des formes compliquées de la diverticulite sigmoïdienne (abcès, fistule et péritonite), Gastroenterol Clin Biol 2007; 31: 3 S 27 -3 S 33 C. Laurain, P. Y. Durand, M. Albert, M. Weber, M. Kessler, J. Chanliau and M. Dailloux, Péritonites infectieuses chez les patients traités par dialyse péritonéale : bilan microbiologique sur quatre ans, Pathologie Biologie Volume 52, numéro 10, pages 575 -578 Afssaps, Prise en charge thérapeutique de l’éradication de Helicobacter pylori chez l’adulte et l’enfant, Septembre 2005 R. Rerknimitr, E. Fogel, C. Kalayci, E. Esber, G. Lehman, S. Sherman, Microbiology of bile in patients with cholangitis or cholestasis with and without plastic biliary endoprosthesis, Gastrointestinal endoscopy 2002, vol. 56, no 6, pp. 885 -889