Anlisis de calcificacin y diferenciacin celular de un

Análisis de calcificación y diferenciación celular de un soporte de PCL/ácido Hialurónico/Nanotubos de carbono de pared múltiple/extracto de Mimosa tenuiflora cultivados con osteoblastos de ratón Paola Daniela Porras Torres 1, Rocio Janeth Limón Martínez 1, Laura Elizabeth Valencia Gómez 1, Imelda Olivas-Armendariz 1. Universidad Autónoma de Ciudad Juárez, Departamento de Ingeniería eléctrica y computación, programa de ingeniería biomédica Instituto de Ingeniería y Tecnología, Ave. del Charro 450 Norte, Col Raúl García, Cd. Juárez, México. ZIP 32310. Resumen Se sintetizaron cuatro soportes de base PCL, PCL/HA/MWCNTs y PCL/HA/MWCNTs/extracto de Mimosa tenuiflora, mediante la técnica de separación de fases inducida térmicamente. Después cada soporte fue cultivado con la línea celular MC 3 T 3 -E 1 de pre-osteoblastos de ratón, por un periodo de 7, 14 y 21 días, se hicieron pruebas de diferenciación celular, midiendo la actividad de la enzima fosfatasa alcalina. Para el análisis de mineralización se comenzó con la tinción de rojo de alizarina para observar la formación de nódulos de calcio, seguido de tinción por DAPI. Las técnicas de caracterización que fueron utilizadas para este proyecto para determinar la mineralización en los soportes fueron la microscopia electrónica de barrido (SEM), análisis de energía dispersiva de Rayos X (EDS) y espectroscopia infrarroja (FTIR). Como resultado se obtuvo que los soportes promueven la diferenciación celular. Por medio de las tinciones y técnicas de caracterización realizadas se obtuvo que los soportes contenían nódulos de calcio, células embebidas en la matriz de los soportes y minerales característicos de los grupos funcionales de la hidroxiapatita. Figure 2. Tinción de rojo de alizarina que demostró la presencia de depósitos de calcio en los soportes de PCL y PCL/HA en los días 14 y 21. Introduction Introducción Un análisis de costos en gestión de enfermedades óseas, determinó que para el año 2020 los costos en enfermedades como osteoporosis, osteopenia y fracturas óseas, crecerán un 42 % [1], por lo que es necesario encontrar una solución a este problema. Una alternativa es la ingeniería tisular, que es una herramienta muy interesante que ofrece una mejora en los tejidos de los pacientes que padecen enfermedades óseas, mejorando su calidad de vida. Realizar pruebas de calcificación y diferenciación celular en soportes cultivados con osteoblastos, es el primer paso para comprobar que es un medio adecuado para que estas células secreten la matriz extracelular ósea, necesaria para la regeneración de hueso. Metodología 1 de tinción DAPI: A) PCL, B) PCL/HA, C) Figura 3. imágenes del día 21 del cultivo en el análisis Figure por medio PCL/HA/MWCNTTs y D) PCL/HA/MWCNTs/extracto de Mimosa tenuiflora, Tabla 2. Medición de la porosidad de los soportes antes de ser cultivados. Figura 1. Esquema general de la metodología. Resultados Figura 4. Imágenes obtenidas del SEM a los soportes con células a los 7 y 21 días (respectivamente): A) PCL, B) PCL/HA, C) PCL/HA/MWCNTS y D) PCL/HA/MWCNTs/extracto de Mimosa teuiflora. Figura 2. Análisis de fosfatasa alcalina a los 7 y 14 días de cultivo. Tabla 1. Análisis estadístico para determinar diferencias significativas, de la expresión de ALP, de las diferentes muestras a diferentes periodos de tiempo. Muestra PCL/HA/M WCNTs/ extracto de Mimosa tenuiflora. Día α=0. 025 Si p>α = Ho Si p<α = Hi Diferencia Absorbancia Actividad significativa µ ALP (si/no) 7 0. 015 0. 083± 0. 08 No Igual 14 0. 070 0. 167± 0. 16 Si Aumento 21 0. 736 1. 17± 0. 27 Si Aumento 7 0. 057 0. 082± 0. 08 No Igual 14 0. 564 0. 149± 0. 15 No Igual 21 0. 065 1. 64± 0. 143 Si Aumento 7 0. 128 0. 082± 0. 09 No Igual 14 0. 286 0. 159± 0. 16 Si Aumento 21 0. 162 1. 290± 0. 24 Si Aumento 7 0. 803 0. 087± 0. 09 No Igual 14 0. 066 0. 168± 0. 17 Si Aumento 21 0. 312 1. 37± 0. 27 Si Aumento Figura 5. Espectro FTIR de los soportes de PCL, PCL/HA/MWCNTs y PCL/HA/MWCNTs/ extracto de Mimosa tenuiflora y Figura 6. Espectros FTIR de los soportes de PCL/ha/MWCNTs/ extracto de Mimosa tenuiflora a los 7, 14 y 21 días del cultivo Conclusión Los resultados demostraron que los soportes proporcionan un ambiente favorable para la diferenciación celular, la formación de cristales con grupos característicos de la hidroxiapatita y que el soporte con extracto de Mimosa tenuiflora influye en la proliferación celular y la formación del osteoide. Referencias [1] F. Carlos, R. M. Galindo-Suárez, F. Carlos, P. Clark, and L. G. Chico-Barba, “Health care costs of osteopenia, osteoporosis, and fragility fractures in Mexico, ” vol. 8, 2013. Doi: [10. 1007/s 11657 -013 -0125 -4]. [2] Eynard, Aldo R, Mirta A Valentich, and Roberto A Rovasio. Histologi a Y Embriologi a Del Ser Humano. Buenos Aires: Panamericana, 2008. [3] S. A. Martel Estrada, I. Olivas Armendariz, E. Santos Rodriguez, C. A. Martinez Perez, P. E. Garcia Casilla, J. Hernández Paz, C. A. Rodríguez Gonzalez, C. Chapa González, Ëvaluation of in vitro bioactivity of Chitosan/Mimosa tenuiflora composites, ” J. Alloys Compd. , vol. 119, pp. 146 -149, 2014. Doi: [10. 1016/j. matlet. 2014. 01. 004]. [4] S. L. Camargo-Ricalde, “Descripción, distribución, anatomía, composición química y usos de Mimosa tenuiflora (Fabaceae. Mimosoideae) en México, ” Rev. Biol. Trop. , vol. 48, no. 4, pp. 939– 954, 2000. [5] I. Olivas, S. Martel, E. Mendoza, F. Vega, P. García y C. A. Martínez. ‘Biodegradable Chitosan/Multiwalled Carbon Nanotube Composite for Bone Tissue Engineering’. Journal of Biomaterials and Nanobiotechnology, Vol. 4, pp. 204 -211, 2013. [6] I. Olivas-Armendáriz, E. Santos, M. L. Alvarado, A. Meléndez, L. A. Márquez, L. E. Valencia, C. L. Vargas, S. A. Martel. , “Biocomposities scaffolds for bone tissue engineering’’ Int. Jor. Comp. Mat. , vol. 5, no. 5, pp. 167 -176, 2015. Doi: [10. 5923/j. cmaterials. 20150506. 05].